肉苁蓉苯乙醇总苷脂质体对rrPDGF-BB诱导的肝星状细胞增殖的影响及作用机制研究
马晓婷,张石蕾,王志强,陈文龙,由淑萍,刘涛△
(新疆医科大学公共卫生学院,乌鲁木齐830011)
摘要]目的探讨肉苁蓉苯乙醇总苷(CPhGs)脂质体对重组大鼠血小板衍生生长因子-BB(rrPDGF-BB)诱导的大鼠肝星状细胞(HSC)增殖作用的影响及其抗肝纤维化的相关分子机制。方法取生长状态良好的对数生长期HSC用于实验,置于CPhGs脂质体浓度为117.79、58.90、29.45、14.72、7.36、3.68、1.84、0.92和0.46mg/L的完全培养液,求出半数抑制浓度(IC50);rrPDGF-BB刺激后,采用四甲基偶氮唑盐(MTT)法测定29.45、14.72、7.36mg/LCPhGs脂质体对HSC增殖的影响;采用实时荧光定量聚合酶链反应(qRT-PCR)检测α-平滑肌肌动蛋白(α-SMA)、Ⅰ型胶原、ATF-2mRNA的表达水平;采用Westernblot法检测CPhGs脂质体对p-p38蛋白表达的影响。结果(1)对细胞增殖的影响:对不同时间点结果分析显示,与Normal组比较,细胞培养48h时,rrPDGF-BB组HSC细胞明显增多;CPhGs脂质体各剂量组抑制rrPDGF-BB诱导的HSC增殖作用,培养48h效率最高;对不同浓度结果分析显示,与rrPDGF-BB组比较,不同浓度CPhGs脂质体组均可抑制rrPDGF-BB诱导的HSC-T6的增殖。(2)qRT-PCR结果:CPhGs脂质体各剂量组间比较,随CPhGs脂质体药物浓度增大,α-SMA、Ⅰ型胶原和ATF-2mRNA水平显著下降,差异有统计学意义(P<0.05),其中以CPhGs脂质体29.45mg/L组抑制效果最明显。(3)Westernblot分析结果:p-p38蛋白的表达水平在CPhGs脂质体不同浓度组表达均下降,差异有统计学意义(P<0.05);CPhGs脂质体各剂量组间比较,p-P38蛋白随CPhGs脂质体干预剂量增大,表达水平显著下降(P<0.05)。结论CPhGs脂质体能抑制rrP-DGF-BB诱导的大鼠HSC增殖,从而起到抗肝纤维化的作用。
[关键词]肝星状细胞;肝纤维化;重组大鼠血小板衍生生长因子-BB;肉苁蓉苯乙醇总苷脂质体
[中图法分类号]R332[文献标识码]A[文章编号]1671-8348(2019)10-1630-05
肝纤维化(hepaticfibrosis,HF)是一种常见的慢性肝损伤过程,许多与肝损伤相关的因素都可以导致HF[1]。在HF病理过程中常出现以下症状:肝细胞坏死、结缔组织异常增生、肝循环紊乱等,最终导致肝硬化继而引发肝衰竭[2]。之前的研究报道指出,HF是一种可逆的病理现象,早期预防或治疗HF对慢性肝病的治疗有重要意义[3]。目前研究的重点是寻找疗效确切、不良反应小的药物,以延缓、抑制甚至逆转HF的进程[4]。一些临床实践和试验研究证明,中医药通过多成分、多路径、多层次、多目标的综合药理作用能减缓HF的进程[5-7]。肉苁蓉是名贵的补益类中药,分布于中国北部的干旱地区和沙漠地区[8]。脂质体作为载体在临床应用中具有安全性好、生物相容性好、载药及靶向效果明确的优点,也是最早用于靶向给药的载体[9]。本研究旨在探讨肉苁蓉苯乙醇总苷(CPhGs)脂质体对重组大鼠血小板衍生生长因子(rrPDGF-BB)诱导的肝星状细胞(hepaticstellatecell,HSC)增殖的作用,为肝纤维化的治疗提供依据。

1材料与方法
1.1材料用薄膜分散二次包封法制备pPB修饰的肉苁蓉总苷靶向脂质体,其粒径为212.7nm,电位35~50mV,包封率(38.46±7.85)%,由本实验室保存。HSC(中乔新舟),胎牛血清(美国Gibco公司),青霉素(美国Hyclone公司),链霉素(美国Hyclone公司),DMEM高糖培养基(美国Hyclone公司),四甲基偶氮唑盐(MTT,美国Sigma公司),二甲基亚砜(DMSO,美国Sigma公司),磷酸盐缓冲液(PBS,BI公司),0.25%胰酶(美国Hyclone公司),TRIzolRea-gent(赛默飞公司),RevertAidFirstStrandcDNASynthesisKit(赛默飞公司),SYBRPremixExTaqTMⅡ(TaKaRa公司),PIPA裂解液(赛默飞公司),蛋白酶抑制剂苯甲基磺酰氟(PMSF,博士德生物),蛋白定量试剂盒(BioMIGA公司),十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳(SDS-PAGE)凝胶制备试剂盒(北京索莱宝公司),5×Tris-甘氨酸电泳缓冲液(北京索莱宝公司),10×电转液(北京索莱宝公司),10×TBST(北京索莱宝公司),无水乙醇(天津大茂化学试剂厂),异丙醇(天津富宇精细化工有限公司),氯仿(天津大茂化学试剂厂),甲醇(天津市大茂化学试剂厂),辣根过氧化物酶标记山羊抗兔IgG(中杉金桥),rrPDGF-BB(R&D公司),4×蛋白上样缓冲液(北京索莱宝公司),兔抗β-actin多克隆抗体(北京博奥森生物科技有限公司),兔抗p38丝裂原活化蛋白激酶(MAPK)多克隆抗体(北京博奥森生物科技有限公司),兔抗p-p38MAPK多克隆抗体(北京博奥森生物科技有限公司)。
1.2方法
1.2.1细胞培养与传代大鼠HSC在含有100U/mL青霉素、100mg/L链霉素和10%胎牛血清的高糖DMEM细胞培养液,于37℃、5%CO2培养箱中培养。细胞隔日换液,待生长融合至80%~90%时,使用0.25%胰蛋白酶消化收集细胞,按1∶2进行传代培养,实验均采用对数生长期细胞。
1.2.2抑制率为50%时的药物浓度计算实验设9个CPhGs脂质体系列浓度组和1个空白对照组,共10组,每组3个复孔。CPhGs脂质体系列浓度组剂量分别为117.79、58.90、29.45、14.72、7.36、3.68、1.84、0.92和0.46mg/L。将处于对数生长期,浓度为5×104/mL的HSC-T6细胞悬液接种于96孔板,每孔添加量为100μL,每组设3个复孔,于37℃、5%CO2培养箱中培养24h后,观察细胞生长状态,若贴壁则弃上清液,根据分组设计分别更换含117.79、58.90、29.45、14.72、7.36、3.68、1.84、0.92和0.46mg/LCPhGs脂质体的完全培养液和空白完全培养液。加药后轻晃混匀,放至培养箱继续培养48h,镜下观察细胞状态,拿至工作台,避光,每孔加浓度为5mg/mL的MTT20μL,放至培养箱,4h后,吸去孔里的液体,每孔加入DMSO150μL,于摇床轻晃10min,用酶标仪于492nm波长测定,记录吸光度(A)值。计算各复孔A值能平均值,计算抑制率,以此找寻CphGs脂质体的最佳作用浓度。抑制率(%)=(1-各浓度的平均A值)/空白组平均A值×100%);以CPhGs脂质体作用浓度为横轴,细胞生长抑制率为纵轴,绘制CPhGs脂质体作用于HSC-T6的量效反应曲线,采用Probit分析计算50%存活率的CPhGs脂质体浓度,即为半数抑制浓度(IC50)。1.2.3细胞分组(1)Normal组;(2)rrPDGF-BB组;(3)rrPDGF-BB+29.45mg/LCPhGs脂质体组;(4)rrPDGF-BB+14.72mg/LCPhGs脂质体组;(5)rrPDGF-BB+7.36mg/LCPhGs脂质体组。各组细胞均培养24h后进行后续实验。

1.2.4不同浓度CPhGs脂质体对rrPDGF-BB诱导的HSC增殖的影响大鼠HSC以1×105/mL密度接种至96孔板,待细胞贴壁后进行分组干预,每组设3个复孔。分别培养24、48和72h,每孔加入20μL的MTT溶液,培养箱内37℃培养4h后,弃去MTT溶液,再向各孔内加入150μL的DMSO,置于摇床室温摇动10min,待结晶充分溶解后,于酶标仪492nm波长处测定A值。抑制率=[(模型组-空白组)-(用药组-空白组)]/(模型组-空白组)×100%。
1.2.5实时荧光定量聚合酶链反应(qRT-PCR)检测α-平滑肌肌动蛋白(α-SMA)、Ⅰ型胶原和ATF-2的mRNA的表达Trizol试剂盒提取大鼠HSC总RNA,经纯度及完整性鉴定后反转录反应生成cD-NA。按照qRT-PCR试剂盒说明书建立qRT-PCR反应体系,使用qRT-PCR检测仪进行检测。qRT-PCR热循环参数:95℃预变性30s,95℃变性5s,60℃退火30s,72℃延伸45s,共40个循环。结果分析以β-actin为内参基因,确定每个样品、每个基因扩增的循环阈值(CT),按照2-△△CT计算目的基因的相对表达水平,所用引物序列见表1。


ATF-2参与多条信号通路的传导,同时在肝组织表达的ATF-2的碱基在p38磷酸化后出现转录活性和DNA结合的增加。本研究探讨不同浓度CPhGs脂质体对rrPDGF-BB诱导的HSC增殖的影响。qRT-PCR扩增检测α-SMA、Ⅰ型胶原、ATF-2mRNA结果提示,与Normal组相比,rrPDGF-BB组α-SMA、Ⅰ型胶原、ATF-2mRNA表达明显增高;与rrPDGF-BB组相比,不同浓度的CPhGs脂质体均可不同程度下调α-SMA、Ⅰ型胶原、ATF-2mRNA表达,其中29.45mg/LCPhGs脂质体组下调作用最明显,α-SMA,Ⅰ型胶原mRNA与Normal组比较,差异无统计学差异,作者认为产生这种现象的原因在于浓度越高,其对rrPDGF-BB引起的HSC增殖的抑制效果越明显,越趋近于正常。作者认为CPhGs脂质体能有效抑制rrPDGF-BB刺激的HSC中Ⅰ型胶原和ATF-2mR-NA表达、下调α-SMAmRNA表达,进而减少ECM合成与分泌,阻止HF的形成。

此外,MAPK信号转导途径及其子系统p38通路参与HSC的活化,因而可能成为治疗HF的靶点。p38MAPK是MAPK家族成员之一,p38是由各种刺激引起的许多细胞的传感器,且在调节棕色脂肪细胞、肌肉细胞和肝细胞的能量平衡过程中起着重要的作用,p38MAPK也被认为在调节炎性因子方面扮演重要角色。因此,p38MAPK激活可能在HSC损伤与炎症过程中发挥作用。研究证明PDGF-BB可通过MAPK信号通路诱导HSC细胞活化与增殖[21]。栀子苷可抑制p-p38蛋白的表达从而起到抑制HF的作用[22]。本研究结果显示,与Normal组比较,rrPDGF-BB组p-p38的蛋白表达水平明显增高,表明rrPDGF-BB可通过影响MAPK信号而使HSC活化增殖。不同浓度的CPhGs脂质体组,p-p38的蛋白表达水平随着药物浓度的升高逐渐降低,且将不同浓度的CPhGs脂质体组p-p38的蛋白表达水平与rrPDGF-BB组比较,差异均有统计学意义(P<0.05)。由此可见,CPhGs脂质体可在一定程度上抑制rrPDGF-BB诱导的HSC增殖与活化,从而抑制HF的形成。当前,对HF的了解较少,全新的方法及技术手段将会对HF进行深入研究,从而对干预、早期诊断和治疗HF提供全新的治疗策略。
参考文献
[1]ZOISCD,BALTAYIANNISGH,KARAYIANNISP,etal.Systematicreview:hepaticfibrosis-regressionwiththerapy[J].AlimentPharmacolTher,2008,28(10):1175-1187.
[2]周光德,赵景民.不同病因致肝纤维化/肝硬化的病理特点[J].临床肝胆病杂志,2016,32(6):1086-1091.
[3]盛婷,傅念,阳学风,等.肝纤维化发病机制中细胞和分子机制的研究进展[J].现代生物医学进展,2015,15(12):2358-2362.
[4]LIY,SHIY,SUNY,etal.Restorativeeffectsofhydrox-ysaffloryellowAonhepaticfunctioninanexperimentalregressionmodelofhepaticfibrosisinducedbycarbontetrachloride[J].MolMedRep,2017,15(1):47-56.
[5]SPENGLERU.Hepaticmicrocirculation:acriticalbutneg-lectedfactorfortheoutcomeofviralhepatitis[J].JHepatol,2009,50(3):631-633.
[6]LIUYW,CHIUYT,FUSL,etal.Ostholeameliorateshepaticfibrosisandinhibitshepaticstellatecellactivation[J].JBiomedSci,2015,22(1):63.
[7]YANGFR,WENDS,FANGBW,etal.PreventionofextractfromcistanchesalsaonhepaticfibrosisinducedbyCarbontetrachlorideinrats[J].ChineseHerbalMedi-cines,2013,5(3):199-204.
[8]屠鹏飞,姜勇,郭玉海,等.发展肉苁蓉生态产业推进西部荒漠地区生态文明[J].中国现代中药,2015,17(4):297-301.
[9]SERCOMBEL,VEERATIT,MOHEIMANIF,etal.Ad-vancesandchallengesofliposomeassisteddrugdelivery[J].FrontPharmacol,2015,6(3):286.
[10]LEEYA,WALLACEMC,FRIEDMANSL.Pathobiol-ogyofliverfibrosis:atranslationalsuccessstory[J].Gut,2015,64(5):830-841.
[11]WANGY,GAOJC,ZHANGDI,etal.Newinsightsintotheantifibroticeffectsofsorafenibonhepaticstellatecellsandliverfibrosis[J].JHepatol,2010,53(1):132-144.
[12]LIY,SHIY,SUNY,etal.Restorativeeffectsofhydrox-ysaffloryellowAonhepaticfunctioninanexperimentalregressionmodelofhepaticfibrosisinducedbyCarbontetrachloride[J].MolMedRep,2017,15(1):47-56.
[13]孔德松,郑仕中,陆茵,等.肝内肌成纤维细胞的来源及其在肝纤维化中作用的研究[J].中国药理学通报,2011,27(3):297-300.
[14]SCHUPPAND,KIMYO.Evolvingtherapiesforliverfi-brosis[J].JClinInvest,2013,123(5):1887-1901.
[15]FRIEDMANSL.Evolvingchallengesinhepaticfibrosis[J].NatRevGastroenterolHepatol,2010,7(8):425-436.
[16]陈宵瑜,杨长青.肝纤维化发生机制研究新进展[J].实用肝脏病杂志,2016,19(1):121-124.
[17]冯芹,夏文凯,王现珍,等.连翘苷元对四氯化碳大鼠急性肝损伤的保护作用[J].中国药理学通报,2015,31(3):426-429.
[18]聂钱,李香丹,许东元,等.IGF-1对糖尿病大鼠肝纤维化的作用及其机制[J].中国病理生理杂志,2015,41(10):1878-1879.
[19]詹迪迪,李飞龙,张功武,等.转化生长因子-β/CTGF在肝纤维化发生机制中的作用[J].肝胆外科杂志,2016,24(3):233-237.
[20]FANGL,ZHANSX,HUANGC,etal.TRPM7ChannelregulatesPDGF-BB-inducedproliferationofhepaticstel-latecellsviaPI3KandERKpathways[J].ToxicolApplPharmacol,2013,272(3):713-725.
[21]郑娜娜,岳雅伦,郑勇,等.硫化氢通过p38MAPK信号通路对肝纤维化大鼠肝细胞增殖、凋亡的影响[J].世界华人消化杂志,2015,23(6):901-906.
[22]孔令娜,占书箱,黄成,等.栀子苷对PDGF诱导的HSC-T6增殖活化的影响[J].安徽医科大学学报,2015,61(4):481-485.